Фітотоксичність ґрунтових умов оцінювали за допомогою ростового тесту з використанням в якості модельної тест-системи Lеpidium sativum L (Рис. 3.2. А-Б) [52, 53].

Рис. 3.2. Зовнішній вигляд Lеpidium sativum L: А –генеративні особини; Б – проросла насінина. | Крес-салат (хрінниця посівна) – Lеpidium sativum L. – однорічна трав'яниста гола рослина з родини капустяних (хрестоцвітих). Стебло прямостояче, 20-40 см заввишки, у верхній частині розгалужене. Прикореневі листки перистороздільні, з оберненояйцевидними суцільними або надрізаними гострими сегментами.

Стеблові листки чергові, черешкові або сидячі (верхні), при основі звужені або закруглені; нижні листки перисті або двічіперисті, з зубчастими сегментами,

серединні – трироздільні, верхні – лінійні, гострі. Квітки правильні, двостатеві, 4-пелюсткові, зібрані у прості видовжені грона; віночок білий або червонуватий. Плід – округло-овальний стручечок. Цвіте з травня до липня. Цінною особливістю крес-салату є висока стійкість проти недостатньої освітленості. У поєднанні з скоростиглістю та холодостійкістю це дає змогу мати продукцію цілорічно з відкритого, закритого ґрунту і навіть у кімнатних умовах. Насіння крес-салату проростає при температурі 2-3°С, сходи витримують заморозки до мінус 1°С, а дорослі рослини здатні відновлювати життєві функції після короткочасної дії температури мінус 4-7°С. Рослини ростуть і формують урожай при температурі 3-7°С, але оптимальною для розвитку є температура 12-15°С. При вищій температурі рослини швидко переходять до стадії цвітіння і втрачають харчові якості.

Крес-салат не вимогливий до умов вирощування, помірно вимогливий до вологості. Вирощують його на різних грунтах [44].

Відбір зразків ґрунту експериментальних досліджень здійснювали в ранньовесняний період на визначених внутрішньоквартальних дослідних ділянках урбоекосистеми та на фоновій території. Змішані ґрунтові проби відбирали методом «конверта» 5Ч5 м за існуючими методиками [44] відповідно до вимог державного стандарту № 17.04.3.01.83 та № .4.4.02.84 [35, 36] з урахуванням ґрунтових, ландшафтних й геоморфологічних особливостей території. Пробу загальною масою 1,2 – 1,5 кг відбирали з глибини 0 – 10 см совком-пробовідбірником із нержавіючої сталі. Транспортування та зберігання зразків здійснювали в чистих безбарвних паперових пакетах для запобігання хімічного забруднення пакувальним матеріалом. З проби видаляли наземні та кореневі частини рослини, уламки порід і висушували до повітряно-сухого стану. Подальші дослідження проводили у відповідності до попередньо апробованих методик.

3.2. Оцінка фітотоксичності ґрунту з використанням ростового тесту

Тест на загальну фітотоксичність ґрунтів є легким і чутливим способом оцінки загальної токсичності ґрунту, викликаної чинниками хімічного забруднення. Показником токсичності виступає пригнічення росту первинних корінців та пагонів крес-салату [8].

Для дослідження обрали тестування зразків ґрунту в умовах термостату при t=25°C. У чашках Петрі на фільтрувальному папері розміщували 1 г подрібненого ґрунту, зволоженого дистильованою водою (5 – 7 мл). Ґрунтову суміш готували шляхом гомогенізації середньозмішаних повітряно сухих проб досліджуваних ділянок та фонової території.

Через 4 доби проводили вимірювання довжини кореневої і стеблової системи і встановлювали відсоток схожості насіння/

Фітотоксичний ефект визначали у відсотках щодо маси рослин, довжини кореневої, стеблової систем та кількості сходів. Числовим виміром слугував коефіцієнт фітотоксичності (ФТ), розрахований за формулою 1 [8]:

, % (1)

де М0 – показники рослини у ємності з контрольним ґрунтом;

Мх – показники рослини у ємності з досліджуваним ґрунтом.

Для порівняння токсичності ґрунтових зразків використовували шкалу, запропоновану А.І. Горовою та С. Кулиною (табл. 3.2) [8]:

Рівні пригнічення ростових процесів (фітотоксичний ефект), % | Рівень токсичності

0,0-20,0 | Відсутній або слабкий

20,14 - 40,0 | Середній

40,1 - 60,0 | Вищий середнього

60,1 – 80,0 | Високий

80,1 – 100,0 | Максимальний

3.3. Дослідження мітотичної активності, ана-телофазний і мікроядерний аналізи апікальної меристеми первинних корінців Allium cepa L.

Для встановлення цитогенетичної активності та цитотоксичності комплексу ґрунтових факторів як тест-систему використовували 3 – 4 - денні проростки Allium cepa L.

У модельному експерименті насіння цибулі пророщували в стандартизованих умовах на ґрунтовій суміші (1 г), зволоженій дистильованою водою (5 – 7 мл). Суміш готували шляхом гомогенізації середньозмішаних повітряно сухих проб ґрунту досліджуваних ділянок Бурштинської екосистеми [44].

Кінчики корінців зрізали на стадії найбільшої мітотичної активності (8-10 год. ранку) через дві доби після початку пророщування, після чого загортали у пакетики з марлі, міцно зав’язавши їх ниткою зверху. Марлеві вузлики поміщали у бюкси з спирт-оцтовим фіксатором (3:1) на 1,5 год. так, щоб нитка звисала назовні. Фіксуванні матеріалу проходило в темноті при щільно закритій кришці; об’єм фіксатора перевищував об’єм біологічного матеріалу приблизно у 50-100 разів.

З корінців готували давлені препарати загальноприйнятим методом [50].

Цитотоксичний вплив оцінювали за наступними критеріями:

- зміна мітотичної активності клітин досліджуваних тканин;

- відносна тривалість кожної з фаз мітозу;

- кількість хромосомних порушень у піддослідних модельних системах відносно контролю.

- мітотичний індекс;

Оцінку зазначених цитологічних параметрів здійснювали наступним чином [17]:

1. Мітотичну активність, тобто відношення числа мітотичних клітин до загального числа досліджуваних клітин у тканині визначали через мітотичний індекс (МІ), виражений у відсотках – число мітозів на 100 розглянутих клітин. Таким чином, мітотичний індекс вираховували, користуючись формулою:

% (2),

де, П – число клітин у профазі;

М - число клітин у метафазі; А - число клітин у анафазі; Т - число клітин у телофазі; І - число клітин у інтерфазі.

3. Індекс хромосомних порушень (аберацій) визначали на стадії анафази як відсоток аберантних анафаз до загального числа клітин на стадії анафази за формулою:

; (3)

де, А – число аберантних анафаз;

В – загальна кількість клітин на стадії анафази.

; (4)

Де, Клмя – кількість клітин із мікроядрами;

Кл – загальна кількість клітин на стадії профази.

Цитогенетичний аналіз проводився за допомогою мікроскопу OLYMPUS (Ч900).За результатами досліджень